Методические указания к лабораторным работам специальности 19.02.08
методическая разработка на тему

Департамент образования города Москвы

        Государственное автономное профессиональное

образовательное учреждение города Москвы

«Московский образовательный комплекс имени Виктора Талалихина»

МИКРОБИОЛОГИЯ, САНИТАРИЯ И ГИГИЕНА

         МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ

по выполнению  лабораторных работ

 специальность 19.02.08 Технология мяса и мясных продуктов

Разработал преподаватель дисциплин профессионального цикла Жукова Л. А.

Москва

2015

ПОЯСНИТЕЛЬНАЯ ЗАПИСКА

Методические указания разработаны в соответствии с действующей программой курса микробиологии, принятой ГАПОУ МОК им. В. Талалихина для студентов, обучающихся по специальности 19.02.08 (260301)  Технология мяса и мясных продуктов.

На современном уровне развития естественных наук требуются глубокие знания микробиологических процессов, лежащих в основе многих биотехнологических производств и служащих гарантией защиты окружающей среды от антропогенного воздействия.

Помимо приобретения теоретических знаний по микробиологии будущим специалистам необходимы лабораторно-практические занятия, являющиеся, по сути, небольшими научно-исследовательскими работами.

Выполнение лабораторных работ обеспечивает закрепление теоретических знаний студентов, развитие навыков по микробиологическому контролю и способностей к самостоятельным выводам и обобщениям.

Данные методические указания по выполнению лабораторных работ предлагают:

объединить лабораторные работы по одной теме или имеющие одно смысловое содержание так, чтобы удобно было их организовать во времени, как это требует специфика микробиологических анализов;

распределить занятия так, чтобы загруженность последнего занятия давала возможность обсудить результаты анализа, провести зачет по выполненной работе;

сконцентрировать наиболее важный учебный материал, позволяющий студентам без излишней загруженности освоить практические навыки работы в микробиологической лаборатории;

дать методику проведения анализа с указанием сущности метода, техники выполнения, правил обработки результатов;

использовать те методы микробиологического анализа, которые предусмотрены ГОСТом.

Содержание лабораторных работ спланировано следующим образом:

Тема и цель работы.

Материальное обеспечение лабораторной работы.

Рекомендации по выполнению лабораторной работы, задание, пояснение к работе, методика проведения анализов, формы для составления отчета, контрольные вопросы к лабораторным вопросам и дополнительная литература.

Ввиду сложности некоторых методов и длительности выращивания микроорганизмов в отдельных случаях часть лабораторного материала готовит заранее преподаватель, но методика приготовления его приводится.

Навыки, приобретенные на лабораторных занятиях, необходимы для проведения микробиологического контроля производства, цель которого заключается в том, чтобы своевременно выявить  нарушение санитарного состояния производства и оборудования, обнаружить места и пути микробного загрязнения, принять необходимые меры по ликвидации этих опасных очагов и добиться выпуска продукции высокого качества.

ПРАВИЛА РАБОТЫ В МИКРОБИОЛОГИЧЕСКОЙ ЛАБОРАТОРИИ

Работа в микробиологической лаборатории требует строгого соблюдения специальных правил, что определяется двумя основными положениями.

Первое – в микробиологической практике используют, главным образом, чистые культуры микроорганизмов, т. е. популяции микроорганизмов одного вида, часто являющихся потомством одной клетки.

Поскольку в воздухе, на поверхности окружающих нас предметов, на одежде, руках, волосах всегда имеется большое количество разнообразной микрофлоры, то для обеспечения стерильности исследований и во избежание загрязнения культур работа должна проводиться с соблюдением правил асептики.

Второе – при исследованиях с неидентифицированными микроорганизмами, при их выявлении из объектов окружающей среды и техногенных потоков, могут быть выделены патогенные и условно патогенные микроорганизмы.

Кроме того, клетки как сапрофитных, так и патогенных микроорганизмов могут являться аллергенами для определенных индивидуумов. Таким образом, для получения достоверных результатов исследований, для обеспечения личной безопасности и безопасности окружающих необходимо соблюдение определенных правил.

При пересевах микроорганизмов стерильность достигается за счет того, что вся работа проводится вблизи пламени горелки. Бактериологические петли, используемые для пересева микроорганизмов с твердых сред, прокаливают в пламени горелки, а стеклянную посуду и питательные среды предварительно стерилизуют в сушильных шкафах и в автоклавах соответственно.

Поверхность рабочего стола дезинфицируют как перед работой, так и после её окончания, протирая 3%-ным раствором хлорамина, лизола или 70%-ным раствором изопропилового или этилового спирта. Растворы данных спиртов могут применяться и для дезинфекции рук.

Подготовка помещения  включает мокрую уборку и тщательную вентиляцию с последующим облучением ультрафиолетовым светом бактерицидных ламп. В зависимости от степени загрязненности воздуха для его стерилизации требуется облучение от 30 минут до нескольких часов. Ультрафиолетовые лучи опасны для глаз, поэтому при включенной бактерицидной лампе в помещении находиться нельзя.

При работе в микробиологической лаборатории должны соблюдать следующие правила:

1. Каждый студент должен работать на постоянном месте.
2. На рабочем месте не должно быть посторонних предметов (в том числе портфелей и сумок). Во время работы с горелкой на столе не должно быть также и тетрадей, которые понадобятся позже при микроскопии и зарисовке препаратов.
3. Вся работа выполняется в чистом халате. Длинные волосы должны быть подобраны, во избежание их попадания в пламя грелки.
4. На посуде, применяющейся для культивирования микроорганизмов (пробирках, колбах, чашках Петри, матрацах), должны быть сделаны надписи, содержащие родовое и видовое название культуры, дату засева, фамилию студента и номер группы.
5. Все предметы, использованные при работе с живыми культурами, должны быть обеззаражены либо обжиганием в пламени горелки, либо погружены в дезинфицирующий раствор (предметные и покровные стекла, пипетки, шпатели).
6. Все засеянные пробирки, чашки или колбы помещаются в термостат или сдаются лаборанту.
7. Отработанный материал помещается в определенные емкости для их дальнейшего обеззараживания.
8. В лаборатории строго запрещается курение и прием пищи.
9. В конце занятий каждый студент должен привести в порядок рабочее место.

Полученные данные должны быть зафиксированы в журнале для лабораторных работ. Записи должны содержать: номер и название работы, дата её начала и окончания, названия объектов исследований, условия проведения опытов, методы анализов, а также полученные результаты и выводы из них. При изучении морфологии культур делаются их зарисовки при определенных увеличениях микроскопа. (На занятиях следует иметь цветные карандаши, как минимум красный и синий.) Цифровые данные обобщаются в таблицах, графиках или диаграммах.

ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №1

Организация и оборудование микробиологической лаборатории.

Цель занятия.

Ознакомить студентов с организацией и оборудованием микробиологической лаборатории.

Материальное обеспечение.

Учебная микробиологическая лаборатория, оснащенная термостатами, стерилизаторами, холодильниками, водяной баней, дистиллятором, бактерицидными лампами, рабочими столами со всеми необходимыми принадлежностями, микроскопами.

Рекомендации по выполнению работы.

Данная лабораторная работа содержит значительный объем учебного материала, поэтому ознакомить студентов с организацией и оборудованием лаборатории желательно демонстрационным методом.

Задания.

1. Ознакомиться с пояснением к работе:

1. Оборудование учебной микробиологической лаборатории.
2. Оснащение и организация работы производственной микробиологической (бактериологической) лаборатории.
3. Правила работы в микробиологической лаборатории.

2. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

3. Ответить на контрольные вопросы.  

Пояснение к работе

1.1 Оборудование учебной микробиологической лаборатории.

Помещение учебной микробиологической лаборатории должно состоять из учебной,  технической комнат и комнаты преподавателя.

В учебной комнате должен быть следующий инвентарь: лабораторные столы, столы для микроскопирования, стол для преподавателя, термостаты, табуреты, полка с титрованными растворами, весы, классная доска, стол для посуды, раковина.

Для учебных занятий может быть использован обычный лабораторный стол.

Стол для микроскопирования необходимо устанавливать перед окном; его высота должна быть около 80 см, ширина – около 40 см. Для большей устойчивости стол для микроскопирования устраивают на кронштейнах.

Термостаты. Микробы необходимо выращивать при таких условиях, чтобы температура окружающего воздуха подвергалась, возможно, меньшим колебаниям. Для этого применяют термостаты, представляющие собой шкафы, в которых поддерживается постоянная температура.

Существуют воздушные и водяные термостаты.

Воздушные термостаты обогреваются теплым воздухом, нагреваемым, как правило, электрическим током.

В водяных термостатах между двойными стенками находится вода, нагреваемая электрическим током, газом или другими источниками тепла. Колебания температуры в этих термостатах меньше, чем в воздушных.

В лаборатории должно быть не меньше трех термостатов: температура одного 30˚С, второго 37˚С и третьего 43˚С. Микробов, хорошо развивающихся при 20˚С, можно выращивать при комнатной температуре.

Постоянная температура в термостатах поддерживается специальными приспособлениями – терморегуляторами. В термостате с точным терморегулятором колебания температуры не должны превышать  2˚С.

Автоклав, или стерилизатор. Автоклав представляет собой металлический цилиндр с двойными стенками и массивной крышкой, которая закрывается винтовыми зажимами.

На цилиндр надевается металлический кожух. Автоклав снабжен пароотводной трубкой, манометром, предохранительным клапаном и водомерным стеклом. В нем стерилизуют питательные среды, различные жидкости и посуду.

Перед стерилизацией в автоклав через воронку водомерного стекла наливают дистиллированную или кипяченую воду (при употреблении сырой воды быстро образуется накипь) до черты, указанной на кожухе автоклава. После этого автоклав загружают подлежащим стерилизации материалом (последний необходимо сверху закрывать бумагой), крепко завинчивают  крышку, открывают кран пароотводной трубки и начинают подогревать.

Нагрев осуществляется электричеством, паром (в этом случае воду в автоклав не наливают) или несколькими газовыми горелками. По мере нагревания из автоклава начинает выходить сначала воздух, а затем пар, который поступает в автоклав через отверстия в верхней части цилиндра. Когда пар начнет выходить непрерывной струей, его выпускают еще 2-3 минуты для вытеснения воздуха из автоклава, а затем кран закрывают. Вследствие этого прекращается выход пара и постепенно в автоклаве начинает повышаться давление (подъем стрелки манометра).

После установления требуемого давления степень нагревания автоклава уменьшают так, чтобы стрелка манометра оставалась на одном уровне в течение определенного времени. Начало стерилизации считается с момента достижения стрелкой надлежащего давления.

Показания манометра соответствуют определенной температуре пара.

Показания манометра в ати                            Температура пара в ˚С

                0,5                                                                  112,0

                1,0                                                                  121,4

                1,5                                                                  128,8

                2,0                                                                  135,1  

По окончании стерилизации нагревание прекращают и дают стрелке манометра упасть до нуля. Только после этого открывают кран пароотводной трубки, выпускают пар и впускают воздух, затем отвинчивают крышку, поднимают её и, дав в таком положении остыть автоклаву, вынимают простерилизованный материал.

Посуда и инвентарь.

Чашки Петри служат для посева культур. Употребляют чашки диаметром 10 см (высота 1,5см). Стекло должно быть тонким, прозрачным, без пузырьков воздуха.

Пипетки. При бактериологической работе используют пипетки емкостью 1 -5 и 10 мл. Чаще всего применяются пипетки емкостью 1 мл, длиной около 28 см (без расширения).

Пробирки. Для разливания воды по 10 мл применяются пробирки размером 18 х 2,0 см; используют также пробирки размером 18 х 1,5 см. Для питательных сред используют пробирки размером 15 х 1,8 см.

Иглы и петли. Для взятия исследуемого материала и для посевов пользуются иглами и петлями.

Для мытья лабораторной посуды необходим стол с ванной для мойки.

При работе с микроскопом используют предметные и покровные стекла. Стекла должны быть бесцветными с ровной поверхностью, без пузырьков воздуха. Для специальных исследований применяют предметные стекла с лунками.

1.2 Оснащение и организация работы производственной микробиологической (бактериологической) лаборатории.

Бактериологическое исследование продовольственного сырья и продуктов из него проводят в специальной лаборатории, имеющей разрешение на работу с микроорганизмами III-IV групп патогенности. Микробиологическая (бактериологическая) лаборатория (или бакотдел в составе производственной лаборатории мясоперерабатывающего предприятия) предназначена для санитарно-бактериологического контроля сырья, готовой продукции, вспомогательных материалов, санитарно-гигиенического состояния технологического оборудования, инвентаря, тары, одежды и рук персонала.

Помещения лаборатории. Общее размещение лаборатории и её инфраструктура должны соответствовать требованиям ГОСТ Р 51446-99 (ИСО 7218-96). В лаборатории предусматриваются следующие отдельные помещения или изолированные рабочие зоны:

для приема, хранения, подготовки и обработки проб;

для проведения первичного посева, пересева, приготовления разведений и других работ в асептических условиях;

для приготовления, стерилизации, розлива и хранения питательных сред, подготовки лабораторной посуды и оборудования;

для обеззараживания и очистки оборудования, отработанных питательных сред и контаминированных микрофлорой материалов.

Термостаты, холодильники, морозильники могут быть расположены в отдельных комнатах.

Помещения необходимо располагать так, чтобы обеспечить защиту их от влияния внешних факторов (повышенная температура, влажность, запыленность, шум, вибрация), организовать поточность прохождения чистых и зараженных материалов.

Мясо может быть обсеменено патогенной микрофлорой, представляющей серьезную опасность для здоровья людей, и помещения лаборатории должны быть изолированы от других отделов. Если нет возможности организовать отдельную комнату, допускается в общем помещении установить стол для проведения первичного посева проб. Целесообразно оборудовать застекленный бокс с предбоксником для обеспечения асептических условий работы.

Лабораторные комнаты должны быть светлыми (освещенность поверхности столов в пределах 500 лк) и просторными – для каждого аналитика  рекомендуемая площадь рабочего места около 20 м. Стены, потолок и пол должны быть гладкими, легкоочищаемыми, устойчивыми к действию детергентов и дезинфицирующих веществ. Для удобства очистки и дезинфекции поверхность лабораторного инвентаря и мебели покрывают гладким непроницаемым материалом, например пластиком, а рабочее место - зеркальным столом.

Для бактериологического анализа пищевых продуктов, в частности колбасных изделий и копченостей, необходимы 1-2 бокса с предбоксниками. Боксы представляют собой изолированные, защищенные от пыли остекленные комнаты; максимально допустимое количество частиц размером более 0,5 мкм в 1м не должно превышать 4000.

В помещениях лаборатории регулярно проводят уборку и дезинфекцию, качество которых периодически контролируют микробиологическим методом.

В каждом помещении должны быть холодное и горячее водоснабжение, бутыль с дезинфицирующим раствором для мытья рук.

1.3 Правила работы в микробиологической лаборатории

Непосредственный контакт с микроорганизмами и необходимость соблюдения стерильных условий при проведении всех операций требуют знания и неукоснительного соблюдения следующих правил:

работать в халатах;

поддерживать чистоту и порядок на рабочем месте;

не касаться пальцами микробных налетов и конденсационной воды в пробирках и чашках с посевами;

не стирать микробных налетов с предметных и покровных стекол и других объектов салфетками, фильтровальной бумагой, дезинфицировать их, помещая в спирт или раствор карболовой кислоты;

в процессе работы и после проведения посевов уничтожать остатки микробных налетов на бактериологических иглах и петлях прокаливанием в пламени спиртовки или газовой горелки;

обезвреживать использованные загрязненные материалы и отработанные культуры микробов стерилизацией в автоклаве (эту работу выполняют сотрудники лаборатории);

не держать спиртовки близко к лицу, зажигать спиртовку только спичкой;

убрать и обработать рабочее место по окончании работы дезинфицирующим раствором под контролем лаборанта; поместить культуры микроорганизмов, необходимые для дальнейшей работы, в холодильник или сейф, который закрывают и пломбируют; поставить в термостат засеянные микрофлорой пробирки и чашки Петри;

мыть тщательно руки по окончании работы, не принимать пищу в лаборатории.

3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Контрольные вопросы.

1. Каким оборудованием должна быть оснащена микробиологическая лаборатория, его назначение?
2. Основные правила работы в микробиологической лаборатории.

ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №2

Устройство оптического микроскопа и правила работы с ним.

 Освоение техники микроскопирования микробов.

Цель занятия.

Изучить устройство оптического микроскопа. Ознакомиться с основными формами бактерий.

Материальное обеспечение.

Учебная микробиологическая лаборатория, оснащенная термостатами, стерилизаторами, холодильниками, водяной баней, дистиллятором, бактерицидными лампами, рабочими столами со всеми необходимыми принадлежностями, микроскопами.

Рекомендации по выполнению работы.

При изучении устройства микроскопа использовать плакат, где показаны все его детали.

Задания.

1.Ознакомиться с пояснением к работе:

      1.1 Устройство оптического микроскопа и уход за ним.

1.2 Правила работы с микроскопом МБР-1.

1.3 Основные формы бактерий.

2. Провести микроскопию готовых препаратов с основными формами  бактерий.

3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

4. Ответить на контрольные вопросы.  

Пояснение к работе

1.1 Устройство оптического микроскопа и уход за ним.

Микроскоп – сложный оптический прибор, увеличивающий предмет в 1000 – 1500 раз. Современный микроскоп состоит из двух основных частей – механической и оптической.

Механическая часть состоит из штатива, в котором различают ножку, основание, тубусодержатель, и предметного столика, прикрепляемого к основанию штатива. Тубусодержатель поднимается и опускается с помощью макрометрического и микрометрического винтов, предназначенных для грубой и точной фокусировки объекта.

Оптическая часть микроскопа состоит из осветительного и наблюдательного аппаратов.

Осветительный аппарат расположен под предметным столиком и состоит из зеркала, конденсора и ирис-диафрагмы.

Зеркало отражает световые лучи и направляет их к конденсору.

Конденсор представляет собой систему линз и служит для усиления яркости освещения рассматриваемого объекта.

К наблюдательному аппарату относят объективы и окуляры.

Объективы ввинчиваются в гнезда револьвера и состоят из системы линз, заключенных в металлическую оправу. Передняя или фронтальная линза объектива является самой маленькой и единственной, дающей увеличение. Остальные линзы в объективе – коррекционные.

Биологические микроскопы МБР-1 и МБИ-1 обычно имеют три, четыре объектива с цифровыми обозначениями х8, х20, х40, х90, показывающими собственно увеличение этих объектов.

Окуляр вставляется в верхний конец тубуса. Окуляр представляет собой систему двух плосковыпуклых линз, обращенных выпуклостью в сторону объектива. Линза, обращенная к глазу, называется глазной, обращенная к препарату – собирающей. Окуляры отечественных микроскопов помечаются цифрами, показывающими их собственное увеличение: х5, х7, х10, х15.

Степень увеличения микроскопа равна произведению степени увеличения окуляра на степень увеличения объектива.

Правила ухода за микроскопом:

Микроскоп предохраняют от попадания пыли, влаги и солнечных лучей. После работы с ним его помещают в футляр или накрывают колпаком из плотной ткани.

Объективы и окуляры протирают замшей или фланелью.

Тубус микроскопа не оставляют открытым, т. е. без окуляра, так как это приводит к накапливанию пыли в тубусе и загрязнению объективов.

Микроскоп состоит из двух основных частей. Основой микроскопа является штатив. К нему прикреплен тубус с заключенной в нем оптической частью и предметный столик. Штатив  состоит из основания (или подковообразной ножки) и тубусодержателя. Тубусодержатель соединяется с основанием шарниром, что позволяет верхнюю часть микроскопа устанавливать в наклонное положение для облегчения работы. В тубус помещают объективы и окуляры. Объективы ввинчиваются в нижнюю часть тубуса, называемую револьвером. Окуляры свободно вкладываются в верхнюю часть тубуса. Увеличение можно изменить путем применения различных объективов, которые ввинчивают во вращающийся барабан револьвера.

Тубусодержатель поднимается и опускается с помощью макрометрического и микрометрического винтов, предназначенных для грубой и точной фокусировки объекта. Чтобы препарат был ясно виден, тубус при помощи механизмов грубого или микрометрического движения необходимо передвигать в направлении его оптической оси. Грубое движение должно осуществляться достаточно легко, но без самопроизвольного опускания тубуса. Для более точной установки служит микрометрический винт. Микрометрический винт имеет сложную конструкцию, является одной из наиболее легко повреждающихся частей микроскопа. Нельзя поворачивать винт более чем на полоборота в ту или иную сторону (после грубой установки микроскопа). Предметный столик служит для помещения исследуемого препарата.

Оптическая часть состоит из зеркала, конденсора с диафрагмой, объективов и окуляров. Зеркало микроскопа подвижное. При искусственном свете лучше пользоваться вогнутым зеркалом, при рассеянном свете – плоским. Зеркало отражает световые лучи и направляет их к конденсору. Конденсор применяется для получения более сильного освещения препарата. Диафрагма служит для регулирования освещенности препарата. Диафрагма находится между нижней поверхностью конденсора и зеркалом.

Объективы – наиболее важная часть микроскопа, определяющая его оптическую мощность. Объективы ввинчиваются в гнезда револьвера и состоят из системы линз, заключенных в металлическую оправу. Передняя или фронтальная линза объектива является самой маленькой и единственной, дающей увеличение. Остальные линзы в объективе коррекционные. Окуляры увеличивают изображение, даваемое объективом, но не выявляют каких-либо деталей исследуемого препарата.

Объективы, которые при работе нужно погружать в кедровое масло, называют иммерсионными, или погружными. Сухой объектив – это объектив, у которого между препаратом и линзой находится воздух. Каждый микроскоп снабжен сухими и иммерсионными объективами. Объективы с собственным увеличением 8 и 40 являются сухими, объектив с собственным увеличением 90 – иммерсионный.

1.2 Правила работы с микроскопом МБР-1.

1. Микроскоп хранят в шкафу для защиты от пыли, влаги и света. Переносят микроскоп правой рукой, держась за ручку штатива, левой поддерживают снизу.
2. Приступая к работе с микроскопом окуляр, объектив и зеркало протрите салфеткой.
3. Установите микроскоп штативом к себе, предметным столиком от себя. По отношению к сидящему микроскоп должен быть сдвинут ближе к левому плечу. Справа от микроскопа располагают альбом, простой и цветные карандаши, ластик.
4. Поставьте в рабочее положение объектив малого увеличения. Для этого поворачивайте револьвер до тех пор, пока нужный объектив не займет срединное положение (встанет над отверстием столика). Когда объектив занимает срединное положение, в револьвере срабатывает специальное устройство – защелка, при этом слышится легкий щелчок и револьвер фиксируется. Запомните, что изучение любого объекта начинается с малого увеличения.
5. Поднимите с помощью макрометрического винта объектив над столиком примерно на 1 см. Откройте диафрагму, поднимите конденсор до уровня предметного столика.
6. Глядя левым глазом в окуляр, при помощи зеркала наведите свет так, чтобы все поле зрения было освещено ярко и равномерно.
7. Положите на предметный столик, приготовленный препарат покровным стеклом вверх, чтобы объект находился в центре отверстия предметного столика. Опустите с помощью макрометрического винта объектив над препаратом на 0,2 см.
8. Смотрите в окуляр, одновременно медленно поворачивайте кремальеру на себя и плавно поднимайте тубус до тех пор (0,5 см), пока в поле зрения не появится изображение объекта; осторожно вращая микрометрический винт не более чем на ½ или ¾ полного оборота, добейтесь четкой видимости.
9. Переходя к рассмотрению объекта при большом увеличении, необходимо центрировать препарат, т.е. поместить интересующую часть объекта в самый центр поле зрения. Для этого передвигайте препарат с помощью препаратоводителей или руками, пока объект не займет нужного положения. Если объект не будет центрирован, то при большом увеличении он останется вне поля зрения.
10. Переходя с меньшего на большее увеличение, поворотом револьвера поставьте объектив большего увеличения против нижнего отверстия тубуса. Смотрите в окуляр и, осторожно вращая микрометрический винт, добейтесь четкого изображения.
11. При зарисовке препарата смотрите в окуляр левым глазом, а правым в альбом.
12. После работы с использованием микроскопа при помощи револьвера замените объектив большого увеличения на объектив малого, снимите со столика препарат и поставьте его на место.
13.  Уберите за собой рабочий стол; препараты и методические указания на стол преподавателя.

1.3 Основные формы бактерий.

По форме бактерии принято делить на шаровидные (кокки), палочковидные (клостридии, бациллы) и извитые (вибрионы, спириллы, спирохеты).

Кокковидные формы по расположению кокков подразделяются на микрококки – клетки, расположенные одиночно; диплококки – кокки, соединенные по два; тетракокки – кокки, соединенные по четыре; стрептококки – кокки, расположенные в виде длинной или короткой цепочки; сарцины – кокки, расположенные в виде пакетов; стафилококки – беспорядочное скопление кокков, чаще в виде гроздьев винограда.

Палочковидные формы по расположению палочек подразделяют на диплобактерии – палочки, соединенные попарно; стрептобактерии – палочки, расположенные в виде цепочки. Среди спорообразующих различают бациллы и клостридии. У бацилл диаметр спор не превышает ширины вегетативной клетки, а у клостридий – спора больше ширины  клетки, поэтому клетка принимает форму веретена, теннисной ракетки, барабанной палочки.

Извитые формы подразделяют на вибрионы, имеющие формы запятой, спириллы, имеющие несколько (до 5) завитков, и спирохеты с большим количеством мелких завитков.

Порядок выполнения

2. Микроскопия готовых препаратов с основными формами бактерий.

Техника микроскопирования.

Помещают микроскоп на рабочем столе от края на 3-5 см тубосодержателем к себе.

Устанавливают хорошее равномерное освещение поля зрения микроскопа, для чего, глядя в окуляр, зеркалом направляют луч света от источника в объектив. Конденсор должен быть поднят вверх, а диафрагма открыта. Поле зрения микроскопа должно быть хорошо и равномерно освещено во всех точках.

На предметный столик помещают исследуемый препарат и закрепляют клеммами.

При работе с иммерсионным объективом 90 на препарат наносят каплю иммерсионного масла, а затем с помощью макрометрического винта осторожно опускают тубус с центрированным объективом 90 так, чтобы его фронтальная линза погрузилась в каплю масла, а фокус был ниже препарата. Затем, глядя в окуляр, тем же винтом очень медленно поднимают тубус (на сотые доли миллиметра), пока не увидят изображение микробов. Точную установку препарата в фокус объектива производят с помощью микрометрического винта.

Примечание.

Достоинством иммерсионной системы является то, что при погружении объектива в масло, лучи света, проходящие через среды стекло-масло, почти не преломляются, так как показатель преломления света для этих сред почти одинаков. В результате этого освещенность при микроскопировании с маслом максимальна.

По окончании работы удаляют салфеткой из мягкой ткани иммерсионное масло с фронтальной линзы объектива 90, для более полного удаления масла фронтальную линзу протирают салфеткой, смоченной смесью спирта и эфира в пропорции 1:1, затем протирают объектив досуха. Микроскоп помещают на хранение.

При микроскопировании обратить внимание на форму и размер клеток изучаемого микроорганизма, на особенности строения клеток – наличие спор и капсул у бактерий, почек – у дрожжей; в препарате плесеней – на разнообразие форм клеток: круглые, овальные, вытянутые, цилиндрические, ветвистые.

Отчет по результатам микроскопирования.

Результаты микроскопирования заносятся в таблицу (форма1).

                                                                                                                                       Форма 1

3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Контрольные вопросы.

1. Каково устройство оптической системы биологического микроскопа?

2. Какие правила необходимо соблюдать при пользовании и уходе за микроскопом?

3. Какие основные формы бактерий вы знаете?

ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА № 3.

Приготовление микробиологических препаратов для изучения живых микроорганизмов («раздавленная капля» и «висячая капля»). Приготовление мазков из микробных культур.

Любая работа по приготовлению препаратов микроорганизмов, так же как и по пересевам микроорганизмов, проводится с соблюдением правил асептики.

Оборудование лабораторного стола.

Для работы с микроорганизмами требуется определенное оборудование. На рабочем лабораторном столе должны быть спиртовка или газовая горелка, бактериологическая петля, предметные и покровные стекла, набор красок, микроскоп, салфетка, кедровое масло, пинцет, кювета с мостиком, сосуд с водой, песочные часы, карандаш по стеклу, фильтровальная бумага.

Цель занятия.  

Ознакомиться с методами исследования бактерий на подвижность.

Материальное обеспечение.

Молодые бульонные культуры микроорганизмов в пробирках для исследования на подвижность, предметные и покровные стекла, предметные стекла с луночкой, бактериологические петли, пастеровские пипетки, микроскопы, спички, спиртовые или газовые горелки.

Рекомендации по выполнению работы.

Преподаватель должен продемонстрировать технику приготовления неокрашенных препаратов микроорганизмов, подготовку микроскопа к работе, регулирование освещенности поля зрения, установку увеличителя, технику микроскопирования препаратов.

Во время работы студентов преподавателю следует постоянно проверять освещенность поля зрения в каждом микроскопе, в необходимых случаях помочь отрегулировать ее и посмотреть изображения найденных объектов. Просмотру неокрашенного препарата следует уделить особое внимание, так как студенты должны видеть здесь и форму клеток, и их подвижность.

Задания.

1. Приготовить препараты «раздавленная и висячая капля» для определения подвижности бактерий.
2. Приготовить мазок из микробной культуры.
3. Изучить технику микроскопирования и посмотреть приготовленные препараты под микроскопом.
4. Составить отчет по результатам микроскопирования.
5. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Порядок выполнения

1. Исследование подвижности микробов в препаратах «раздавленная и висячая капля».

 Раздавленная капля.

Если организмы находятся в жидкой среде, капля суспензии наносится на обезжиренное предметное стекло с помощью стерильной пипетки. (Пипетка после употребления сразу же помещается в фарфоровый стакан с дезинфицирующим раствором. Класть грязную пипетку на рабочий стол недопустимо!). Если же культура выращена на твердой питательной среде, то на стекло предварительно наносят каплю воды, а затем помещают в неё клетки микроорганизмов или исследуемую пробу тестируемого продукта бактериологической петлей, прокаленной в пламени горелки, и тщательно размешивают.

Каплю жидкости накрывают покровным стеклом. Чтобы под ним не образовывались пузырьки воздуха, покровное стекло сначала ставят на предметное стекло одним ребром, а затем плавно опускают, прижимая «раздавливая» при этом каплю. Желательно избегать избытка жидкости, чтобы суспензия микроорганизмов не выдавливалась из-под покровного стекла. Если это произошло, лишнюю жидкость удаляют с помощью фильтровальной бумаги. Использованную бумагу следует сразу же поместить в дезинфицирующий раствор.

Для микроскопирования препарата «раздавленная капля» используют только объективы с сухой системой, то есть без иммерсии. Этот вид препарата позволяет установить форму клеток, их размер, способ спорообразования, а если клетки живые, то и наличие или отсутствие подвижности.

Достоинство препарата – получается тонкий слой жидкости, где можно увидеть живые организмы.

Недостаток – быстро высыхает, и движение прекращается, часто попадает воздух, что нарушает микроскопическую картину.

Для приготовления препарата «висячая капля» на покровное стекло наносят небольшую каплю, суспензии микроорганизмов, переворачивают его каплей вниз и помещают на специальное предметное стекло с углублением (лункой) в центре. Капля должна свободно висеть, не касаясь краев и дна лунки. Если предстоят многодневные наблюдения, то края лунки смазывают вазелином и капля оказывается герметически заключенной во влажной камере. Препарат «висячая капля» используют для выявления подвижности у микроорганизмов, изучения способов размножения, наблюдения за прорастанием спор.

Для приготовления препарата-мазка исследуемую культуру микроба осторожно распределяют равномерным тонким слоем на предметном стекле. При приготовлении культур выросших на плотных средах, поступают следующим образом. На чистое предметное стекло стерильной пипеткой или бактериологической петлей наносят каплю стерильной водопроводной воды или физиологического раствора.

а) Берется пробирка с культурой, из которой необходимо приготовить мазок. Бактериологическую петлю прокаливаем в пламени горелки, держа её в вертикальном положении.

б) Зажав пробку между мизинцем и ладонью правой руки, вынимаем её из пробирки и держим концом вниз, не допуская соприкосновения с рукой той части пробки, которая находилась в пробирке.

в) Открытый конец пробирки обжигаем на пламени.

г) Вводим в пробирку петлю (ещё раз проведенную через пламя), охлаждаем прикосновением к стенке пробирки и набираем небольшое количество материала, слегка прикасаясь к культуре и не царапая среду петлей.

д) Края пробирки и конец ватной пробки обжигаем над пламенем горелки.

е) Пробирку закрываем ватной пробкой.

ж) Взятый материал эмульгируют в имеющийся на предметном стекле капле и равномерно тонким слоем петлей распределяют по поверхности (1,5 х 2 см).

з) Петлю прокаливают и кладут на место.

Если культура выращена в жидкой питательной среде, то стерильную петлю опускают в жидкость, захватывают каплю и растирают на предметном стекле.

3.Техника микроскопирования.

Помещают микроскоп на рабочем столе от края на 3-5 см тубосодержателем к себе.

  Устанавливают хорошее равномерное освещение поля зрения микроскопа, для чего, глядя в окуляр, зеркалом направляют луч света от источника в объектив. Конденсор должен быть поднят вверх, а диафрагма открыта. Поле зрения микроскопа должно быть хорошо и равномерно освещено во всех точках.

На предметный столик помещают исследуемый препарат мазком или каплей вверх и закрепляют клеммами.

Неокрашенные препараты микроскопируют с объективами х8 и х40, опуская конденсор на 1- 0,5 см до препарата, добиваются наилучшей видимости неокрашенных клеток.

При микроскопировании «живых» микробов (неокрашенный препарат) отметить подвижность.

4.Отчет по результатам микроскопирования.

а) система микроскопирования;

б) микроскопируемая культура;

в) рисунок клеток под микроскопом (указать наличие спор, капсул, почек, подвижность).

5.Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Контрольные вопросы

1. Какова техника приготовления препаратов «раздавленная и висячая капля»?
2. Какова методика приготовления мазка из культуры бактерий, выращенных на плотной питательной среде?
3. Что позволяет установить препарат «раздавленная капля»?
4. Для каких исследований используют препарат «висячая капля»?

ЛАБОРАТОРНАЯ  РАБОТА №4.

Приготовление окрашенных препаратов бактерий.

Цель занятия. 

Научиться готовить и окрашивать бактериальные препараты простым методом и по методу Грама.

Материальное обеспечение.

Набор готовых растворов красок во флаконах, набор сухих красок во флаконах или в пробирках с резиновыми или корковыми пробками: основной и кислый фуксин, генцианвиолет, метиленовый синий, сафранин,  малахитовая и бриллиантовая зелень, смесь микробов: культуры грамположительных бактерий (Bac. subtilis, Staph. saprophyticus), грамотрицательных микробов  (E.  coli), выращенных на скошенном МПА, предметные стекла, раствор водного фуксина (фуксин Пфейффера), бактериологические петли, фильтровальная бумага, микроскопы, спиртовые или газовые горелки.

Рекомендации по выполнению работы.

Преподаватель должен продемонстрировать технику приготовления окрашенных препаратов микроорганизмов, подготовку микроскопа к работе, регулирование освещенности поля зрения, установку увеличителя, технику микроскопирования препаратов.

Во время работы студентов преподавателю следует постоянно проверять освещенность поля зрения в каждом микроскопе, в необходимых случаях помочь отрегулировать её и посмотреть изображения найденных объектов. При просмотре окрашенного препарата студент должен видеть наличие спор и капсул у микроорганизмов.

Задания. 

1. Ознакомиться с пояснением к работе.

2. Методика окраски по Грамму:

- приготовить мазок из зубного налета и окрасить простым методом;  

- на одном предметном стекле приготовить мазок из смеси стафилококка и кишечной палочки и окрасить по Грамму;

- просмотреть с иммерсионным объективом окрашенные мазки.

3. Отчет по результатам микроскопирования.

4. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

             Ответить на контрольные вопросы.

Пояснение к работе

Для изучения формы микробной клетки и некоторых её структур препарат (мазок) из материала, содержащего исследуемый микроб, окрашивают.

Большинство микробов быстро и хорошо окрашиваются растворами анилиновых красителей. По химическим свойствам их принято делить на основные и кислые. У основных красителей хромофором (ион, придающий окраску) является катион, у кислых – анион.

К основным красителям относятся красные – нейтральный красный, фуксин основной, сафранин, тионин, пиронин, гематоксилин; синие – метиленовый синий; фиолетовые – кристаллический фиолетовый, метиленовый фиолетовый; зеленые – малахитовый зеленый, метиленовый зеленый. Основные красители, как правило, легко связываются с ядерными (кислыми) компонентами клеток.

К кислым красителям относятся красные и розовые – фуксин кислый, эозин; желтые – пикриновая кислота, конго, флуоресцен; черные – нигрозин. Кислые красители более интенсивно окрашивают (основные) компоненты клеток.

Приготовление рабочих растворов красок. Прежде чем приготовить рабочие растворы красок, предназначенные для окрашивания микробов, часто заблаговременно из сухих красок, предназначенные для окрашивания микробов, часто заблаговременно из сухих красок готовят насыщенные спиртовые растворы. Для этого краску заливают 96%-ным спиртом в соотношении 1:10. При таком соотношении спирт насыщается краской (нерастворенная часть красок выпадет в осадок). С целью экономии рекомендуется брать на 100 см³ спирта метиленового синего 7,0, генцианвиолета 4,8, основного фуксина 8,1.

Для лучшего насыщения спиртовые растворы помещают в термостат и выдерживают до полного растворения красок. Из насыщенных спиртовых растворов по мере надобности готовят водные рабочие растворы.

Наиболее часто употребляют следующие растворы красителей:

Карболовый раствор фуксина Циля. К 100 мл 5%-го раствора кристаллической карболовой кислоты добавляют 10 мл насыщенного спиртового раствора фуксина основного. Насыщенный раствор фуксина получают при смешивании 8 г кристаллов фуксина в 10 мл спирта. Краска имеет красный цвет.

Фуксин Пфейффера представляет собой карболовый раствор фуксина  Циля, разведенный в дистиллированной воде 1:10. Готовится непосредственно перед использованием. Краска имеет насыщенный розовый цвет.

Карболовый раствор генцианвиолета. К 10 мл насыщенного спиртового раствора краски добавляют 100 мл 2%-го водного раствора карболовой кислоты. Насыщенный раствор получают, растворяя 1г кристаллического генцианвиолета в 10 мл 96%-ного спирта. Краска имеет сине-фиолетовый цвет.

Сафранин. Готовят непосредственно перед использованием, добавляя к 100 мл горячей воды 1г сафранина. Краска имеет красно-коричневый цвет.

Метиленовая синяя (синька Леффлера). Готовят, добавляя к 100 мл дистиллированной воды 30 мл насыщенного спиртового раствора краски и 1 мл 1%-го водного раствора КОН или NaOH. Раствор имеет темно-синий цвет.

Малахитовая зелень. 1 г краски растворяют в 100 мл дистиллированной воды, фильтруют. Раствор имеет сине-зеленый цвет.

Раствор Люголя. Берут 1г кристаллического йода и 2г йодистого калия на 300 мл дистиллированной воды. Сначала в небольшом количестве воды растворяют йодистый калий, а затем прибавляют кристаллы йода. После полного растворения добавляют остальную дистиллированную воду.

Сложные способы окраски применяют для детального изучения структуры клетки, а также для дифференциации одних микроорганизмов от других. Сложные методы окраски основаны на особенностях физико-химического строения клетки и её частей. Наибольшее практическое знание имеет окраска по Граму, позволяющая дифференцировать бактерии по химическому  составу и структуре клеточной стенки.

   Метод был разработан датским ученым Христианом Грамом в 1885 г. При окраске по методу  Грама все бактерии делятся на две группы: грамположительные и грамотрицательные.

Порядок выполнения

2. Методика окраски по Граму.

1.Метод простой окраски. При простом методе окраски используется один какой-нибудь красящий раствор, чаще всего фуксин Пфейффера или метиленовый синий.

На фиксированный препарат помещают пипеткой несколько капель красящего раствора так, чтобы покрыть всю поверхность мазка: фуксин Пфейффера на 1-2 мин, метиленовый синий на 3-5 мин. Затем краску смывают водой, а мазок просушивают между листочками фильтровальной бумаги или на воздухе.

2.Сложные методы окраски применяют с целью диагностики, выявления отличительных структур микробов в случаях, когда последние не окрашиваются простым способом.

Для дифференциации микробных клеток, различающихся химическим составом и структурой клеточных стенок, используется сложный метод окраски – окраска по Грамму.

 По окраске по Грамму все бактерии делятся на две группы: грамположительные и грамотрицательные.

У грамположительных бактерий (Г+) толщина клеточной стенки составляет 15-80 нм, состоит из пептидогликана (от 60-90%), расположенного в несколько слоев, белка (около 1%) и липидов (около 1%). Обнаружены полимеры особого типа – тейхоевые кислоты, ковалентно связанные с пептидогликаном. Большое содержание пептидогликана обеспечивает при окраске по Граму образование комплекса  с генциановым фиолетовым и йодом, устойчивого к спирту, вследствие чего они окрашены в сине-фиолетовый цвет.

Толщина клеточной стенки грамотрицательных бактерий (Г-) 10-15 нм, но структура её значительно сложнее, чем у грамположительных бактерий. Основу её составляют ориентированные внутренние липиды (10-20%), которые с поверхностно расположенными полисахаридами образуют липополисахаридный слой. На поверхности клеточной стенки мозаично расположены белки и полисахариды. Пептидогликан представлен одним слоем толщиной всего 2-3 нм (около 5-10%), лежит под липополисахаридным слоем и плотно прикрывает протопласт. Из-за большего содержания липидов клеточная стенка грамотрицательных бактерий при окраске по Грамму образует с генциановым фиолетовым и йодом комплекс, разрушаемый при обработке спиртом, вследствие чего клетки обесцвечиваются.

Неодинаковое отношение микроорганизмов к окраске по Граму связано с различиями в структуре и химическом составе клеточной стенки бактерий.

К грамположительным микроорганизмам относятся кокки, бациллы (спорообразующие палочки), актиномицеты, микобактерии, клостридиальные бактерии.

К грамотрицательным микроорганизмам относятся: бактерии (неспорообразующие палочки), спириллы, сальмонеллы, E coli, псевдомонады, азотобактер, вибрионы.

Имеются грамвариабельные микроорганизмы, отношение которых к окраске по Граму меняется на определенных этапах их жизненного цикла. Так как способность клеток окрашиваться по Граму зависит от их возраста, для окраски по Граму используют клетки молодой культуры, чаще односуточной. Для сравнения одновременно с определяемым объектом целесообразно окрашивать клетки микроорганизмов, отношение которых к окраске по Грамму известно (контроль).

Окраску по Грамму осуществляют следующим образом:

1. Готовят на предметном стекле три мазка культуры микроорганизмов: в центре – мазок исследуемой культуры, слева и справа – мазки контрольных микроорганизмов.

        Мазки должны быть тонкими, чтобы клетки равномерно были распределены по поверхности стекла и не образовывали скоплений, так как от толщины мазка могут зависеть результаты окрашивания. Высушивают мазки на воздухе, фиксируют над пламенем горелки.

2. Окрашивают мазки карболовым генциановым фиолетовым.    На мазки наносят достаточное количество красителя, выдерживают 1-2 мин, краситель сливают и, не смывая водой, мазки обрабатывают раствором Люголя до почернения (приблизительно 1-2 мин).
3. Сливают раствор Люголя и обрабатывают препарат 0,5-1 мин (строго) 96%-ным этиловым спиртом путем погружения в стаканчик со спиртом или путем нанесения спирта на мазки (от времени обработки мазка спиртом зависит результат всего окрашивания: при недостаточной обработке все бактерии сохраняют окрашивание, при чрезмерной – обесцвечиваются).
4. Препарат немедленно промывают водой и окрашивают его 1-2 мин водным фуксином. Сливают краситель, препарат промывают водой, высушивают фильтровальной бумагой.
5. Микроскопируют препарат с иммерсионной системой. Грамположительные бактерии окрашиваются в темно-фиолетовый цвет, грамотрицательные – в красный или розовый цвет фуксина (цвет дополнительного красителя).

Экспресс-метод определения грам-типа микроорганизмов (по Крегенсену).

Метод основан на разрушении клеток грамотрицательных бактерий в щелочной среде и определении свободной ДНК.

На предметное стекло наносят каплю 3%-ного раствора КОН, в которую вносят бактериальной петлей исследуемые бактерии (24-часовая культура со скошенного агара) и хорошо перемешивают петлей.

Через 5-10 с при передвижении петли по стеклу при положительной реакции в результате тестирования грамотрицательных бактерий образуется слизистый след длиной 1-2 см. Если слизь не образуется, то реакция отрицательная, тогда тестируется грамположительная культура.

3. Отчет по результатам микроскопирования.

а) система микроскопирования;

б) микроскопируемая культура;

в) рисунок клеток под микроскопом (указать наличие спор, капсул).

4. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Контрольные вопросы

1. Какие растворы красителей используют при простом методе окраски?
2. Опишите методику окраски бактерий по Граму.
3. Почему бактерии по разному воспринимают окраску по методу Грама?
4. Какие бактерии относятся к грамположительным, а какие к грамотрицательным?

ЛАБОРАТОРНАЯ РАБОТА №5

Питательные среды и техника их приготовления.

Цель занятия.

Овладеть техникой приготовления питательных сред.

Материальное обеспечение.

Сухие питательные среды, среды, готовые к употреблению, электроплитка, посуда для варки сред, индикаторная бумага, 20%-ный едкий натр, 20%-ная соляная кислота, пробирки, пипетки, чашки Петри.

Рекомендации по выполнению работы.

Перед выполнением работы студенты повторяют вопросы питания микроорганизмов, питательные среды, классификацию питательных сред, основные требования к питательным средам.

При выполнении лабораторной работы студенты готовят питательную среду.

Задания.

1. Ознакомиться с пояснением к работе.
2. Приготовить питательную среду (по заданию преподавателя).
3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Ответить на контрольные вопросы.

Пояснение к работе

В бактериологических лабораториях нельзя обойтись без питательных сред. Для определения вида микроорганизма, обнаружения возбудителя инфекционной болезни, т. е. установления диагноза заболевания, производства специфических  препаратов (вакцин, сывороток), для лечения и профилактики инфекционных болезней, получения антибиотиков, санитарно-микробиологических исследований объектов внешней среды, бактериологического исследования мяса и мясных продуктов прибегают к искусственному выращиванию микроорганизмов на питательных средах.

В лабораториях микроорганизмы культивируют in vitro, т.е. в стеклянных пробирках, колбах или других сосудах. Для культивирования in vitro  необходимы субстраты, которые микроорганизмы используют в качестве питательных веществ.

По потребности в питательных веществах все микроорганизмы можно разделить на три группы:

первая группа - неприхотливые, растущие на простых средах (гнилостные, большинство кокковых и других микроорганизмов);

вторая группа -  требующие для своего роста дополнительных питательных веществ: полноценного белка (куриного или сывороточного), витаминов, определенного набора аминокислот, микроэлементов (туберкулезная, туляремийная палочки, лептоспиры и др.);

третья группа – не растущие на искусственных питательных средах, а способные размножаться только внутри живых клеток (вирусы, риккетсии).

К питательным средам предъявляют следующие требования:

1. Они должны содержать источники азота и углерода, неорганические соединения, микроэлементы, а также факторы роста, витамины, в основном группы В.

В качестве универсального источника азота используют пептоны. Пептоны – это продукты гидролизного расщепления мяса или казеина. В них содержатся полипептиды, аминокислоты и основные минеральные вещества.

В качестве универсального источника углерода в питательные среды добавляют углеводы (сахара) – глюкозу, лактозу, сахарозу, органические кислоты – молочную, лимонную и др., многоатомные спирты – манит, глицерин, сорбит и др.

2. Питательные среды должны иметь определенную реакцию среды. Так, для большинства  кокковых, гнилостных и патогенных микроорганизмов оптимум рН 7,0…7,4, а плесневые грибы, дрожжи, молочнокислые микроорганизмы лучше развиваются при рН 6,0.

3. Питательная среда должна быть стерильной, т.е. не содержать микроорганизмов.

4. Питательная среда должна быть влажной, так как питание у микроорганизмов осуществляется по законам диффузии и осмоса. Многие среды должны быть прозрачными для того, чтобы можно было различить на них рост микроорганизмов и наблюдать за физиологическими изменениями, происходящими в результате их жизнедеятельности.

По консистенции питательные среды бывают жидкие, полужидкие и плотные. Для приготовления плотных сред в жидкие среды добавляют агар-агар 2…3%-ной концентрации, для полужидкой – агар-агар 0,2…0,3%-ной концентрации.

По происхождению различают среды естественные и искусственные.

Естественные питательные среды представляют собой продукты животного происхождения (кровь, сыворотка крови, молоко, желчь …) или растительного происхождения (овощи, фрукты, злаковые), которые используют для культивирования микроорганизмов без специальной обработки с полным сохранением их естественных свойств.

Искусственные питательные среды готовят из продуктов переработки растений, мяса, молока, печени и др., часто с добавлением к ним углеводов, поваренной соли, красок и т.п.

Среди искусственных сред выделяют синтетические среды, т.е. среды с точно известным химическим составом. Искусственные питательные среды подразделяются на простые, или обычные, и сложные.

Простые питательные среды служат для культивирования большинства микроорганизмов. Белковой основой всех сред является питательный бульон. Обычно пользуются двумя способами приготовления основного питательного бульона: на мясной воде с добавлением готового пептона – мясопептонный бульон, на переварах продуктов гидролиза исходного сырья с помощью ферментов (трипсина – бульон Хоттингера, пепсина – бульон Мартена) или кислот, такие среды богаче аминокислотами.

От азотистого состава мясопептонных сред и от степени расщепления белка в мясных и других гидролизатах зависит содержание в среде общего и аминного азота.

Для хорошего роста большинства микроорганизмов необходимо содержание в 100 см бульона не менее 250 … 300 мг общего азота при наличии в этом количестве аминного азота (аминокислот) в среднем около 25…30%.

Наиболее распространенными простыми питательными средами являются мясопептонный бульон (МПБ), мясопептонный агар (МПА), мясопептонный желатин (МПЖ).

Мясопептонный агар (МПА) – используют для определения общего количества микроорганизмов.

Основой для всех трех сред является мясная вода, которую готовят из фарша говядины, залитого водой и сваренного в течение 1,5 … 2 часов, профильтрованного и простерилизованного в течение 20 …30 минут при 120˚С.

Мясопептонный бульон. К 1л мясной воды добавляют 1% пептона и 0,5% поваренной соли, подщелачивают 10%-ным раствором NaOH до рН 7,4, фильтруют и стерилизуют в течение 15 …20 мин при давлении 0,1 МПа.

Мясопептонный агар. К мясопептонному бульону добавляют мелко измельченный агар-агар (2…3%), нагревают смесь до расплавления агара, устанавливают рН до 7,2…7,6, фильтруют через ватно-марлевый фильтр, разливают по пробиркам и колбам стерилизуют в течение 20…30 мин при 120˚С.

При необходимости МПА разогревают на водяной бане до полного расплавления. Пробирки укладывают в специальные штативы под углом 10˚ и после застывания получают так называемый скошенный агар, который используют для посевов микроорганизмов. Расплавленный мясопептонный агар разливают также в чашки Петри.

Аналогично готовят мясопептонный желатин.

Порядок выполнения

2.  Приготовление питательной среды из готовой сухой питательной среды.

Сухие питательные среды. Выпускаются простые, элективные и дифференциально-диагностические сухие питательные среды. Сухие питательные среды представляют собой гигроскопические порошки, легко растворяющиеся в воде. Сухие питательные среды выпускаются в стеклянных банках с плотно завинчивающимися крышками.

Такие среды готовят согласно инструкции, растворяя порошок в указанном количестве дистиллированной воды, фильтруют и стерилизуют при температуре 120˚С в течение 20 мин.

Сухой питательный агар готовят следующим образом: к растворенному сухому агару (5 г агара на 100 мл) добавляют в качестве факторов роста небольшое количество дрожжевого экстракта, мясной воды, фильтруют через ватно-марлевый фильтр, разливают в пробирки или флаконы и стерилизуют при 0,1 МПа в течение 20 мин.

3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Контрольные вопросы

1. Каковы основные требования к питательным средам?
2. Какие наиболее употребляемые питательные среды, предназначенные для культивирования микроорганизмов, их назначение?
3. Какие компоненты входят в состав простых питательных сред?

ЛАБОРАТОРНЫЕ РАБОТЫ №6; №7.

Посев на питательные среды гнилостных бактерий с целью изучения их свойств.

Цель занятия.

Изучить свойства посторонней микрофлоры мяса.

Материальное обеспечение.

Бактериальные культуры, среды МПА, МПБ с индикаторными бумажками, стерильные чашки Петри, петли, иглы, шпатели, пипетки, спиртовки, физиологический раствор, карандаши по стеклу, термостаты на 30°С и 37°С, предметные стекла, бактериологические петли, красители; генцианвиолет, фуксин Пфейффера, 96%-ный спирт, фильтровальная бумага.

Рекомендации по выполнению работы.

На первом занятии сделать посев изучаемых микробов на питательные среды.

На втором занятии изучить морфологические, культуральные и биохимические свойства гнилостных микроорганизмов, анализируя их рост на питательных средах. Для посева использовать элективные культуры гнилостных микроорганизмов, приготовленные лаборантом.

Занятие первое.

Задания.

1. Ознакомиться с пояснением к работе.

2. Произвести посев гнилостных микроорганизмов на плотную питательную среду.

3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Пояснение к работе

Морфологические свойства изучают путем микроскопирования окрашенных мазков, приготовленных из исследуемой колонии. При этом отмечаются формы микробных клеток, характер их расположения, наличие спор, капсул (окрашивание по Граму). Наличие жгутиков определяют путем исследования культур на подвижность в препаратах «висячая» или «раздавленная» капля, а также путем посева культуры на полужидкий мясопептонный агар (подвижные бактерии вызывают помутнение агара, а неподвижные растут по месту укола).

Культуральные свойства определяют по характеру роста микробной культуры на плотной и жидкой питательных средах. Характер роста на плотной питательной среде изучают с подробным описанием формы, величины, цвета, поверхности, консистенции, краев и структуры колоний, образованных на плотной среде.

При изучении роста бактерий в жидкой питательной среде описывают степень помутнения среды, наличие поверхностной пленки, пристеночного кольца, осадка, изменение цвета питательной среды.

Помутнение может быть сильным, незначительным, при легком встряхивании иногда появляются в среде так называемые «муаровые волны». Питательная среда может оставаться прозрачной.

Поверхностная пленка может отсутствовать или быть нежной, тонкой, толстой, грубой, морщинистой.

Пристеночное кольцо бывает хорошо или слабо выраженным, узким. Широким. Осадок может быть незначительным или обильным, рыхлым, хлопьевидным или плотным.

Цвет питательной среды может изменяться вследствие образования пигментов микроорганизмами, которые имеют различный цвет: красный, сине-зеленый и др.

Биохимическая активность микробов чрезвычайно разнообразна. Она зависит от характера и количества тех ферментов, которые микробная клетка продуцирует и выделяет во внешнюю среду.

При изучении биохимической активности наибольшее значение здесь имеют сахаролитические, протеолитические и окислительно-восстановительные ферменты, активизирующие соответственно расщепление углеводов и белков или редуцирующие некоторые органические красители. 

Сахаролитическая способность микробов определяется по ферментативному расщеплению многоатомных спиртов и некоторых углеводов, именуемых сахарами, на альдегиды, кислоты, газообразные продукты (СО2, СН4, Н2).

Для определения сахаролитической способности бактерий используют полужидкую питательную среду с индикатором ВР.

Если исследуемая культура микроба под действием фермента разлагает углевод с образованием кислоты, то происходит восстановление цвета индикатора и окрашивание среды в голубой цвет (с индикатором ВР).

Если расщепление углевода идет до конечных продуктов, т. е. СО2 и воды, то пузырьки газа обнаруживают в толще полужидкой питательной среды.

Протеолитические свойства микробов проявляются выделением во внешнюю среду протеолитических ферментов, которые расщепляют белки до промежуточных продуктов (пептоны, полипептиды, аминокислоты) или до продуктов конечного распада (индол, сероводород, аммиак и др.).

Для выявления протеолитических ферментов используют рост микроорганизмов в молоке. Пептонизация сопровождается растворением сгустка казеина под действием фермента казеиназы, выпадением осадка и просветлением молочной сыворотки.

Микробы, обладающие протеолитическими свойствами, разжижают желатин.

На молочном агаре вокруг колоний протеолитических микробов образуются зоны просветления.

 Редуцирующую способность определяют просмотром посева культуры на молоко с метиленовым синим. Бактерии, обладающие редуцирующей активностью, обесцвечивают лакмусовое молоко. Под редукцией понимают химический процесс, заключающийся в отщеплении от вещества кислорода  или присоединении к нему водорода.

Порядок выполнения

2. Посев гнилостных микроорганизмов на питательную среду.

Для получения изолированных колоний на плотных питательных средах приготовить разведение микробов на стерильной воде, смыв с неё с кончика иглы бактериальный налет или сгусток каждой культуры отдельно. Затем одну петлю разведения каждого микроорганизма посеять на питательные среды соответственно:

гнилостные бактерии – на МПА в чашки Петри, МПБ с индикаторными бумажками.

3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Занятие второе.

Задания.

1. Изучить свойства гнилостных бактерий.
2. Занести результаты исследования в таблицу.
3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Ответить на контрольные вопросы.

Порядок выполнения

1. Изучить свойства гнилостных бактерий.

Для определения протеолитической активности гнилостных бактерий изучают образование ими индола, сероводорода, аммиака.

Индол образуется в среде, если при посеве на МПБ с фильтровальной бумажкой пропитанной реактивом Эрлиха, нижняя часть индикаторной бумажки окрашивается в малиновый цвет.

Сероводород обнаруживается при посеве на МПБ с фильтровальной бумажкой, пропитанной раствором ацетата свинца, где она чернеет.

Аммиак обнаруживается с помощью розовой лакмусовой бумажки, помещенной под пробку над посевов в пробирке с МПБ. Лакмусовая бумажка в присутствии аммиака синеет.  

2. Результаты исследования занести в таблицу (форма 2).

   Форма 2

Анализируя характер роста микроорганизмов на мясе и мясных продуктах, сделайте вывод о роли основных групп микроорганизмов влияющих на качество мяса и мясных продуктов.

3. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Контрольные вопросы

1. Каковы морфологические, культуральные и физиологические свойства гнилостных бактерий?
2. Какое влияние оказывает группа гнилостных бактерий на качество молока и молочных продуктов?

ЛАБОРАТОРНЫЕ РАБОТЫ №7; №8.

Анализ микрофлоры воды и воздуха.

Цель занятия.

Ознакомиться с методами микробиологического исследования воды и воздуха.

Материальное обеспечение.

Термостаты на 30°С и 37°С, среда МПА, сусло-агар, стерильные чашки Петри, пипетки на 1 и 10 см3, колбочки для взятия пробы воды, спиртовки, карандаши по стеклу, этикетки, штативы для пробирок, предметные стекла, бактериологические петли, краски для окрашивания микробиологических препаратов, промывная вода, фильтровальная бумага.

В воздухе производственных помещений определяют общее количество бактерий, количество дрожжей и плесеней не реже одного раза в месяц.

Вода на предприятии исследуется не реже одного раза в месяц, где определяется соответствие её ГОСТ 2874-82 «Вода питьевая, Гигиенические требования и контроль за качеством».

На пищевых предприятиях вода, используемая в различных целях, должна соответствовать питьевой.

Рекомендации по выполнению работы.

Лабораторная работа выполняется на двух занятиях.

Первое занятие – посевы микрофлоры анализируемых объектов на питательные среды.

Второе занятие – оценка полученных результатов анализа.

Посев микрофлоры воздуха в учебном заведении можно взять в производственной технологической лаборатории, столовой и др. помещениях.

Воду – из крана водопровода.

Занятие первое.

Задания.

1. Ознакомиться с пояснением к работе.

2. Произвести посев микрофлоры воздуха в помещении на питательную среду методом Коха.

3. Произвести посев микрофлоры водопроводной воды для определения её пригодности на производство.

4. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

Пояснение к работе

Микроорганизмы находятся в воздухе постоянно, несмотря на то, что атмосфера не является благоприятной средой для их развития из-за отсутствия питательных веществ, недостатка влаги, жёсткого ультрафиолетового излучения, радиации. В воздух микроорганизмы попадают из почвы, воды, поверхности растений, тела животных и т. д. Жизнедеятельность микроорганизмов в воздухе обеспечивают взвешенные частицы воды, слизи, пыли.

Микрофлору воздуха можно условно разделить на постоянную и переменную. К постоянной относятся микроорганизмы, устойчивые к свету, высыханию (пигментообразующие кокки, споры бацилл, клостридий, плесневых грибов, актиномицеты), к переменной – болезнетворные микроорганизмы, попавшие в воздух от больных животных и людей, а также от носителей (гноеродные кокки, возбудители столбняка, туберкулеза и т. д.).

Атмосферный воздух и воздух закрытых помещений значительно различаются по количественному и качественному составу.

Состав микрофлоры атмосферного воздуха зависит от интенсивности солнечной радиации, ветра, метеоосадков, покрова почвы, плотности населения. Меньше всего микробов в воздухе над лесами, горами, крупными водоемами, морями, снегами.

Обсемененность воздуха закрытых помещений значительно превышает обсемененность атмосферного воздуха. Особенно много микроорганизмов в помещениях, где находится большое количество людей и животных. Воздух закрытых помещений содержит в основном микрофлору дыхательных путей, кожи, шерстяного покрова животных. Причем многие представители этой микрофлоры способны переживать в воздухе в течение длительного времени, достаточного для инфицирования людей и животных. Микроорганизмы, находящиеся в воздушной среде, могут явиться причиной различных инфекционных заболеваний (гриппа, туберкулеза, ангины, скарлатины, пневмонии и т. д.). В производственных помещениях предприятий пищевой промышленности в воздухе могут содержаться микроорганизмы, вызывающие порчу сырья и продуктов питания.

В связи с этим возникает необходимость в санитарно-бактериологическом исследовании воздуха и его оценке.

Объектами санитарно-бактериологического  исследования являются: воздух лечебно-профилактических учреждений, мест массового скопления людей, воздух цехов по изготовлению пищевых продуктов, холодильников и холодильных камер и др.

Исследование воздуха включает:

1. определение микробного числа, т. е. количества сапрофитных бактерий, плесневых грибов и дрожжей в 1м3 воздуха;
2. определение количества санитарно-показательных микроорганизмов – гемолитических стрептококков и стафилококков, которые являются показателями биологической контаминации воздуха микрофлорой носоглотки.

Гемолитические стрептококки и стафилококки постоянно обитают в носоглотке человека и животных и выделяются при кашле, чихании. Вместе с ними могут выделяться возбудители респираторных заболеваний, туберкулеза и др. По количеству гемолитических стрептококков и стафилококков  косвенно судят о санитарном состоянии воздуха.

Методы отбора проб воздуха подразделяются на седиментационные, аспирационные и фильтрационные.

Седиментационный метод (метод Коха). Это простой метод бактериологического исследования воздуха, который основан на оседании бактериальных частиц и капель под влиянием гравитационных сил на поверхность питательной среды в открытой чашке Петри. При этом используются различные питательные среды.

Аспирационный метод. Этот метод основан на принудительном оседании микроорганизмов на поверхность плотной питательной среды. Для исследования воздуха аспирационным методом используется прибор Кротова, через который пропускают определенный объем воздуха.

Фильтрационный метод. Для исследования атмосферного воздуха используется ряд приборов, в которых аэрозоль улавливается в жидкую среду (прибор Дьяконова) и приборы-бактериоуловители (трубки с размещенными в них плотными фильтрами: хлопчатобумажная или стеклянная вата).

Вода является естественной средой обитания многих видов микроорганизмов. Микроорганизмы попадают в неё в большом количестве из почвы после дождей, со сточными талыми водами, а также из организмов, живущих в водоеме рыб и животных, гниющих растений. Количественный и видовой состав микрофлоры воды зависит от микробного состава почвы около водоема, от содержания в воде органических веществ, от температуры воды, скорости течения, метеорологических и других условий. Микрофлора пресных и соленых водоемов различна.

Микрофлора озер и рек представлена кокками (микрококки, сарцины и др.), палочковидными (псевдомонасы, серо- и железобактерии). Микрофлора морей и океанов представлена кокками, актиномицетами, светящимися бактериями и галофильными (солелюбивыми) микроорганизмами, которые выдерживают концентрацию поваренной соли до 20% и выше.

Со сточными водами в реки и озера попадают микроорганизмы, которые являются представителями нормальной микрофлоры кишечника человека и животных. К ним относятся кишечная палочка, протеи, энтерококки и др. Вместе с ним в воду открытых водоемов от больных животных и людей могут попасть патогенные микроорганизмы, которые являются возбудителями инфекционных заболеваний и сохраняются в течение нескольких дней, недель и даже месяцев. Поэтому вода является одним из факторов передачи и распространения многих инфекций, в том числе кишечных.

Микроорганизмы, в том числе патогенные, могут оказаться в водопроводной воде, в воде родников и скважин, в колодцах и т.д.

В связи с этим возникает необходимость санитарной оценки и контроля качества воды.

В соответствии с действующими нормативными документами контролю подлежат:

- вода питьевая (централизованного и местного водоснабжения, т.е. из водопровода, артезианских скважин, колодцев, родников);

- вода открытых водоемов;

- сточные воды;

- вода плавательных бассейнов.

Водопроводную воду исследуют не реже одного раза в месяц, артезианскую – не реже одного раза в год, воду открытых водоемов и колодцев – ежедневно.  

Порядок выполнения

2. Посев микрофлоры воздуха.

Микрофлора воздуха производственных помещений оценивается по содержанию бактерий, дрожжей, плесеней.

Техника посева микрофлоры. В цехах и холодильных камерах производственных помещений при оценке санитарного состояния воздуха чашки Петри с питательными средами (МПА и сусло-агар) размещают попарно в разных местах и на разной высоте от пола. Выдерживают 5 минут открытыми для посева микроорганизмов из воздуха (метод осаждения по Коху). Затем, закрыв их и подписав, чашку Петри с посевом на МПА  помещают в термостат при температуре 30 °С на 72 часа, чашку микрофлоры с посевом на сусло-агар выдерживают при комнатной температуре (20 – 23 °С) в течение 3-5 суток.

Примечание.

Чашки со средой перед посевом микрофлоры выдерживают 3-е суток в термостате для проверки на стерильность.

Рекомендуемая форма обозначения посева микрофлоры:

Воздух

Дж и Плс

222/1 – 2

0,3;0,3

222 – номер учебной группы;

1 – номер подгруппы;

2 – номер бригады;

0,3;0,3 – дата посева микрофлоры;

Дж и Плс – определение дрожжей и плесеней.

Обозначения выполняют карандашом на стекле. Посевы в пробирках удобнее снабжать этикеткой.

3. Посев микрофлоры водопроводной воды.

При исследовании водопроводной воды определяют её соответствие нормативно-технической документации, где учитывается содержание в ней общего количества микробов (мезофильных аэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов) и количество бактерий группы кишечных палочек.

По действующему ГОСТ 2874-82 в 1см3 питьевой воды не должно содержаться более 100 микроорганизмов, а титр бактерий группы кишечных палочек должен быть не менее 333 (коли-титр).

Количество бактерий группы кишечных палочек в 1 литре воды должно быть не более трех (коли-индекс).

3.1 Посев микрофлоры водопроводной воды для определения общего количества микроорганизмов.

Отбор пробы воды.

Пробы воды для микробиологического исследования отбирают с соблюдением правил асептики в стерильные флаконы вместимостью 0,5 л с притертой, каучуковой или корковой пробкой. При взятии пробы из водопроводного крана воду спускают в течение 10-15 минут, затем кран обжигают пламенем от ватного тампона, смоченного спиртом. Из открытых водоемов пробы отбирают с помощью специальных приборов – батометров с глубины 10 – 15 см от берега и в середине течения. Объем взятой для исследования воды должен быть не менее 500 см3.

Пробы водопроводной воды нужно брать в часы её наибольшего расходования на предприятии. Наполненные флаконы закрывают пробками и стерильными бумажными колпачками. При отборе проб воды оформляют соответствующий документ, в котором указывают номер пробы, дату, час и минуты взятия пробы, точное местоположение крана, из которого отбирали пробу, должность, фамилию, имя и отчество лица, отбирающего пробу. Пробы воды исследуют не позднее, чем через 2 ч. с момента взятия. В вынужденных случаях от данного правила отступают, но не более, чем на 6 ч. при условии хранения проб при температуре 1 – 5 °С. При перевозке проб летом их предохраняют от нагревания, а зимой – от замораживания.

Техника посева микрофлоры.

1 см3 воды стерильной пипеткой вносится на дно стерильной чашки Петри и заливается расплавленным, охлажденным до 45 °С мясопептонным агаром. Содержимое перемешивают легким кругообразным движением чашки, не допуская залива среды за борта чашки, среда отвердевает, посев микрофлоры обозначается. Затем чашки с агаром перевертывают вверх дном (во избежание попадания конденсационной влаги на поверхность питательной среды) и помещают в термостат при температуре 30 °С на 72 часа.

3.2 Посев микрофлоры для определения коли-титра (1-ый этап – определение бродильного титра).

Техника посева микрофлоры.

Посев производят в три колбы с концентрированной лактозо-пептонной средой (ЛПС) по 100 см3 воды в каждую, в 3 пробирки с концентрированной лактозо-пептонной средой (ЛПС) – по 10 см3 воды в каждую и по три пробирки с обыкновенной ЛПС – по 1 см3 воды в каждую (ЛПС с поплавками).

Посев микрофлоры обозначают и культивируют при температуре 37 °С в течение 24 часов.

При посеве микрофлоры строго соблюдать асептические условия. Работать вблизи спиртовки, все (пипетки, горло пробирок, пробки, край чашки Петри) обжигают в пламени спиртовки.

Занятие второе.

Задания.

1. Определить число бактерий, дрожжей, плесеней в воздухе контролируемого помещения. Дать санитарную оценку воздуха.

2. Определить общую микробную обсемененность 1 см3 воды.

3. Определить коли-титр и коли-индекс воды. Дать санитарную оценку воды.

4. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь.

    Ответить на контрольные вопросы.

Порядок выполнения

1. Определение числа бактерий в воздухе.

Количество выросших колоний подсчитывают на чашке с МПА, поместив её на темном фоне вверх дном и пользуясь лупой с увеличением в 4 – 10 раз.

Каждую подсчитанную колонию отмечают на дне чашки чернилами. При подсчете колоний рекомендуется пользоваться счетчиками.

При большом числе колоний  и равномерном их распределении дно чашки Петри делят на четыре и более одинаковых секторов, подсчитывают число колоний на двух-трех секторах (но не менее, чем на 1/3 поверхности чашки), находят среднее арифмитическое число колоний и умножают на общее количество секторов всей чашки.

1.2 Определение дрожжей и плесеней.

Количество выросших колоний подсчитывают на чашке, поместив её на темном фоне вверх дном и пользуясь лупой с увеличением в 4 – 10 раз.

Каждую подсчитанную колонию отмечают на дне чашки чернилами.

Колонии дрожжей на сывороточном агаре БФ имеют серый цвет со стальным блеском, на других средах – колонии бежевато-желтого цвета.

Плесневые грибы имеют различную окраску, поверхности покрыты пушистым мицелием.

Количество колоний плесневых грибов и дрожжей подсчитывается отдельно.

Результаты подсчета занести в таблицу (форма 3).

Форма 3

1.3 Санитарная оценка воздуха.

Санитарную оценку воздуха дать согласно таблице.

Примерные микробиологические показатели для оценки воздуха помещений

2. Определение общей микробной обсемененности 1 см3 воды.

Для определения общей микробной обсемененности воды подсчитывается количество колоний микроорганизмов на чашке Петри  с МПА (по описанной выше методике).

3. Определение коли-титра и коли-индекса.

Просмотреть бродильные сосуды с исследуемой водой. При отсутствии газа в поплавках и помутнения среды считать водопроводную воду стандартной по коли-титру (коли-титр в этом случае более 333 см3). В случае обнаружения в бродильных сосудах признаков брожения (газ в поплавке, помутнение среды) каплю забродившей жидкости стерильной петлей нанести на среду Эндо штрихом в отдельные сектора из каждого забродившего сосуда (2-й этап).

Посевы обозначить, поставить в термостат на 24 часа при 37 °С.

Если нет характерного роста на среде Эндо (колонии темно-красного цвета с металлическим блеском или без него, красные или розовые с темным центром, бесцветные), считают, что кишечная палочка отсутствует в данном объеме воды.

(3-й этап). При наличии на среде Эндо темно-красных колоний с металлическим блеском и без блеска из них (с трех колоний каждого сектора) делают мазки, окрашивают по Граму и микроскопируют. Если в мазках из колоний обнаруживают мелкие полиморфные, неспоровые, грамотрицательные палочки, то определяют оксидазную активность бактерий из этих колоний (оксидазный тест).

Из секторов на среде Эндо снимают бактериологической петлей по 2 – 3 темно-красные колонии и наносят штрихами на смоченную реактивом фильтровальную бумагу. Если цвет бумаги в месте нанесения бактериальной массы не изменяется, то оксидазный тест считается отрицательным, а если бумага синеет в течение 1 мин. – положительным. Наличие на секторах среды Эндо темно-красных колоний грамотрицательных палочек, не обладающих оксидазной активностью, свидетельствует о присутствии санитарно-показательных бактерий группы кишечных палочек в исследуемом объеме воды.

Если обнаруживают грамотрицательные бактерии, обладающие оксидазной активностью, то дают заключение об отсутствии в воде бактерий группы кишечных палочек.

На оксидазную активность исследуют бесцветные и розовые колонии, выросшие на секторах среды Эндо (при отсутствии там темно-красных колоний). В случае обнаружения в мазках неспорообразующих грамотрицательных палочек. Не обладающих оксидазной активностью, делают посев из 2 – 3 колоний разного типа с каждого сектора в полужидкую среду с глюкозой и индикатором ВР и термостатируют при температуре 37 °С в течение 4 – 5 часов. Наличие кислоты и обязательного газа в среде с глюкозой после термостатирования в течение 3 – 4 ч. позволяет дать заключение о присутствии в исследуемой воде бактерий группы кишечных палочек. Отсутствие кислоты и газа дает отрицательное заключение.

Данные по анализу посева микрофлоры водопроводной воды оформить в виде таблицы и дать заключение о соответствии её ГОСТ.

4. Записать содержание занятия в рабочую тетрадь

Контрольные вопросы

1. По каким показателям проводят санитарную оценку чистоты воздуха в производственных цехах мясоперерабатывающих предприятий?

2. По каким бактериологическим показателям оценивают качество воды?

3. Для чего определяют коли-титр и коли-индекс воды?

Список используемой литературы

1. Градова Н. Б. Лабораторный практикум по общей микробиологии – М.: ДеЛи принт, 2010.
2. Мармузова Л. В. Основы микробиологии, санитарии и гигиены в пищевой промышленности – М.: 2005.
3. Мудрецова-Висс К. А. Микробиология, санитария и гигиена – М.: ДЛ, 2010.